Pressemitteilung der TU München vom 04.03.2010

Protein-Bewegungen mit Nanosekunden-Auflösung vermessen

Forscher im Department Chemie der Technischen Universität München (TUM) haben ein Verfahren entwickelt, mit dem sie lokale Bewegungen in Proteinen im Zeitbereich von Nanosekunden bis Mikrosekunden beobachten können. Als sie damit Bewegungen des Proteins Villin untersuchten, fanden sie zwei sonst kaum voneinander unterscheidbare Strukturen: In der einen können schnelle Strukturänderungen stattfinden, die für die Proteinfunktion essentiell sind und im Zeitbereich von Nanosekunden ablaufen, die andere ist starr. Diese Ergebnisse sind in der aktuellen Online Ausgabe der Zeitschrift „Proceedings of the Natural Academy of Sciences, USA“ (PNAS) erschienen.

Eines der fünf wichtigsten Proteine in der Zelle ist das Aktin. Seine Filamente halten die Zelle zusammen und die wichtigsten Bausteine an ihrem Platz. Das Protein Villin vernetzt die langen Aktin-Fasern und trägt so erheblich zur Stabilisierung der Zellstrukturen bei. Der Teil des Villin Proteins, der für die Bindung an Aktinfilamente verantwortlich ist, HP35, war aufgrund seiner geringen Größe in den letzten Jahren Gegenstand einer großen Zahl von Computersimulationen zum Verständnis der Proteindynamik. Doch experimentelle Untersuchungen fehlten, da diese Protein-Bewegungen im Zeitbereich von Mikrosekunden oder sogar Nanosekunden ablaufen, einem Zeitbereich, der bisher experimentell kaum zugänglich war.

Mit einer in der Arbeitsgruppe von Professor Thomas Kiefhaber entwickelten Methode, die auf schnellem Elektronenaustausch zwischen an verschiedenen Teilen eines Proteins angebrachten Marker-Molekülen beruht, konnten solche schnellen strukturellen Änderungen nun erstmals direkt untersucht werden. Als Modellsystem wählten sie den Aktin bindenen Teil des Villin-Proteins, HP35. Die neuen experimentellen Arbeiten vom Team um Thomas Kiefhaber zeigen nun, dass das gefaltete Protein in zwei Konformationen vorliegt, die sich strukturell nur wenig unterscheiden, aber sehr unterschiedliche dynamische Eigenschaften besitzen. In einer starren Konformation können keine größeren Strukturänderung stattfinden, während in der flexiblen Konformationen Teile des Proteins, die für die Aktinbindung verantwortlich sind, im Zeitbereich von 100 Nanosekunden falten und entfalten.

Die beiden Konformationen stehen im Gleichgewicht und werden im Zeitbereich von einer Mikrosekunde ineinander umgewandelt. Die strukturelle Ähnlichkeit der beiden Konformationen erklärt, warum sie bisher weder in strukturellen Untersuchungen noch in Computersimulationen entdeckt wurden. Durch den Einsatz von zeitaufgelösten Elektronenaustausch-Messungen können die verschiedenen Zustände jedoch auf Grund ihrer unterschiedlichen Beweglichkeit unterschieden und charakterisiert werden.

Die Erkenntnisse dieser Studie sind von grundlegender Bedeutung für das Verständnis der Funktion von Proteinen und tragen zur Aufklärung der Mechanismen der Faltung und Fehlfaltung von Proteinen bei. Die Forscher hoffen nun, dass sie diese Methode weiterentwickeln können, um sie an größeren Proteinen anzuwenden, die für die Regulation von Zellfunktionen wichtig sind.

Originalpublikation:
Andreas Reiner, Peter Henklein und Thomas Kiefhaber
An unlocking/relocking barrier in conformational fluctuations of villin headpiece subdomain
Proc. Natl. Acad. Sci. USA, Early Online Edition. doi: 10.1073/pnas.0910001107

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Presseinformation der Universität Göttingen vom 08.03.2010

Göttinger Forscher entdecken möglichen neuen Mechanismus für Strahlenschäden an der DNA

(pug) Lange Zeit nahm man an, dass die Schäden an der menschlichen Erbsubstanz (DNA) durch Hochenergiestrahlung in erster Linie durch so genannte freie Radikale hervorgerufen werden. Wissenschaftler an der Universität Göttingen und am Göttinger Max-Planck-Institut für Dynamik und Selbstorganisation haben nun herausgefunden, dass ein anderes Teilchen bei der Bestrahlung möglicherweise viel gefährlicher für die DNA ist: ein hydratisiertes, also von Wassermolekülen umgebenes Elektron. Ihre Erkenntnisse könnten Folgen haben für den Einsatz von Strahlentherapien im Kampf gegen Krebs. „Unsere Forschungsergebnisse könnten dazu führen, dass Strahlungsdosen in Zukunft möglicherweise neu bewertet werden müssen. Der neue DNA-Spaltungsmechanismus könnte dabei möglicherweise auch Auswirkungen auf die Dosierung der Strahlentherapie von Krebs haben,“ so der Leiter der Arbeitsgruppe Prof. Dr. Bernd Abel von der Universität Göttingen. Die Ergebnisse der Untersuchungen wurden jetzt in der renommierten Fachzeitschrift „Nature Chemistry“ im Internet veröffentlicht.

45 Jahre nach der Entdeckung des freien gelösten Elektrons in Wasser gelang es den Forschern in Zusammenarbeit mit Kollegen aus Leipzig und Berlin, erstmals die bisher unbekannte Bindungsenergie des Elektrons zu messen. Das ist die Energie, die benötigt wird, um das Elektron wieder aus der Wasserumgebung herauszulösen. Wenn Hochenergiestrahlung auf die DNA einer Zelle trifft, werden lebenswichtige Zellbestandteile zerstört und die Zelle damit abgetötet – ein Mechanismus, der bei der Strahlentherapie zur Bekämpfung von Krebs ausgenutzt wird. Gleichzeitig schädigt die Strahlung aber auch gesunde Zellen.

Neben freien Radikalen entstehen bei der hochenergetischen Bestrahlung von Wasser in biologischem Gewebe in Wasser gelöste Elektronen an Grenzflächen wie zum Beispiel Membranen oder den Wänden von Biomolekülen. Bei ihren Untersuchungen stießen die Wissenschaftler erstmals auf eine bisher unbekannte Spezies: das nur teilweise gelöste Elektron an einer Wasser-Grenzfläche. Dessen Existenz und Lebensdauer wiesen sie erstmalig mit einer schnellen Laser-Kamera für kurzlebige reaktive Teilchen nach. Diese Elektronen sind offenbar deshalb so gefährlich, weil sie aufgrund ihrer „gerade passenden“ (Bindungs-)Energie ebenfalls DNA spalten können. Da sie lange leben, können sie ihre schädigende Wirkung zudem besonders gut entfalten.

Prof. Abel ist Mitglied der Graduiertenschule für Neurowissenschaften und molekulare Biowissenschaften sowie Principal Investigator des Courant Forschungszentrums „Nanospektroskopie und Röntgenbildgebung“ der Universität Göttingen. Beide Einrichtungen werden im Rahmen der Exzellenzinitiative des Bundes und der Länder gefördert. Seit 2008 ist er außerdem Professor für Physikalische Chemie und Reaktionsdynamik an der Universität Leipzig. Prof. Dr. Udo Buck und Dr. Manfred Faubel arbeiten am Göttinger Max-Planck-Institut für Dynamik und Selbstorganisation.

Originalveröffentlichung:
K. R. Siefermann, Y. Liu, E. Lugovoy, O. Link, M. Faubel, U. Buck, B. Winter and B. Abel. Binding energies, lifetimes and implications of bulk and interface solvated electrons in water. Nature Chemistry. DOI: 10.1038/NCHEM.580.

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Pressemitteilung der TU München vom 19.02.2010

Neue Grundlage für die Medikamentenentwicklung:

Wissenschaftler der Technischen Universität München (TUM) und des Helmholtz Zentrums München unter Leitung von Professor Michael Sattler haben eine neue Strategie entwickelt, um die räumliche Struktur von Biomolekülen auch in Lösung bestimmen zu können. Die Methode ist flexibel und generell anwendbar, um Strukturinformationen für Signalwege in der Zelle oder in der Regulation der Genexpression zu gewinnen. Über ihre Ergebnisse berichtet die aktuelle online-Ausgabe der renommierten Fachzeitschrift Angewandte Chemie.

Die meisten größeren Eiweiße besitzen eine komplexe räumliche Struktur, bei der verschiedene kompaktere Untereinheiten durch flexible Ketten miteinander verbunden sind. Diese Flexibilität ist wichtig, um die Wechselwirkung von Eiweißmolekülen untereinander oder mit Reaktionspartnern zu regulieren. Bei der klassischen Strukturbestimmung durch Röntgenstrukturanalyse sind die Eiweißmoleküle in ein starres Kristallgitter eingebaut, was die Flexibilität der Untereinheiten verhindert oder zumindest beeinflusst. Um die Funktion der Eiweißmoleküle in ihrer natürlichen Umgebung zu verstehen müssen daher Verfahren herangezogen werden, die die Struktur dieser Moleküle in Lösung untersuchen.

Das Team um Professor Michael Sattler, Direktor des Instituts für Strukturbiologie am Helmholtz Zentrum München und Leiter des Bayerischen NMR-Zentrums an der TU München, kombinierte nun mehrere bekannte Verfahren zu einer effizienten Strategie, für die Bestimmung der räumlichen Struktur von Biomolekülen in Lösungen. Grundlage des Verfahrens ist die biomolekulare NMR-Spektroskopie (Magnetische Kernspinresonanz). „Die NMR-Spektroskopie ist die einzige Methode, die es erlaubt, atomare Details der Raumstruktur von Biomakromolekülen in Lösungen zu bestimmen“, erklärt Sattler.

Analysiert man Proteine oder Proteinkomplexe mit einem NMR-Spektrometer, so erhält man aufgrund ihrer Größe zunächst eine Vielzahl sich gegenseitig überlagernder Signale, die so kaum auswertbar wären. Dank einer vierstufigen Strategie, die die Wissenschaftler in ein gängiges Softwareprogramm zur Auswertung von NMR-Messungen integrierten, können Michael Sattler und sein Team die Signale nun trennen und so eine realitätsnahe Struktur ableiten.

Im ersten Schritt des neuen Verfahrens sammeln die Wissenschaftler existierende Strukturinformationen für die Untereinheiten. Diese stammen beispielsweise aus Röntgenstrukturanalysen oder konventionellen, NMR-basierten Strukturbestimmungen. In den nächsten Schritten wird bestimmt, wie diese Untereinheiten räumlich zueinander angeordnet sind. Hierzu werden zwei verschiedene Arten von Informationen ausgenutzt, die durch NMR-Experimente bestimmt werden können. So genannte dipolare Restkopplungen geben Information über die relative Orientierung der einzelnen Untereinheiten des Komplexes.

An mehreren Stellen des Proteins führen die Wissenschaftler im nächsten Schritt Nitroxyl-Gruppen ein, Moleküle, die ein ungepaartes Elektron besitzen. Diese lösen so genannte Paramagnetische Relaxationsverstärkungen aus und erlauben es, auch größere Abstände zwischen den Untereinheiten zu messen und dadurch die dreidimensionale Struktur des Proteinkomplexes aufzuklären.

Dieses Verfahren wandte das Team auf zwei strukturellen Untereinheiten des menschlichen Spleißfaktors U2AF65 an. Spleißfaktoren sind bei der Regulation der Genexpression entscheidend und tragen unter anderem dazu bei, dass aus einem Gen unterschiedliche Proteine gebildet werden können. Aus der geschickten Kombination der NMR-Daten konnte die Struktur des Komplexes berechnet werden. Dabei bestätigte sich, dass die Struktur in Lösung deutlich von der durch Röntgenstrukturanalyse bestimmten Struktur abweicht.

„Unsere Methode ist generell auf viele Proteinkomplexe anwendbar, auch wenn sie sehr groß sind oder aus mehreren Untereinheiten bestehen“, sagt Michael Sattler. „Wir können dadurch biologische Regulationsmechanismen untersuchen, bei denen schwache und kurzlebige Wechselwirkungen eine wichtige Rolle spielen.“ Proteine sind keine starren Strukturen, sondern beweglich, damit sie Reaktionspartner binden und wieder freisetzen können. Diese dynamischen Effekte spielen eine wichtige Rolle für die molekulare Erkennung vieler biologischer Prozesse.

Daher ist das Verfahren für die Forschung von großem Nutzen: Die Charakterisierung der Struktur und Wechselwirkungen von Proteinen mit Bindungspartnern gibt Aufschluss darüber, wie Stoffwechselprozesse ablaufen und Krankheiten entstehen und liefern damit eine Grundlage für die Entwicklung neuer Medikamente.

Die Arbeiten wurden unterstützt aus Mitteln der EU (3D Repertoire, Functional and Structural Genomics of Viral RNA) und der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG). Prof. Michael Sattler ist Mitglied des Exzellenzclusters Center for Integrated Protein Science Munich (CIPSM).

Originalpublikation:
Simon B, Madl T, Mackereth CD, Nilges M and Sattler M.
An efficient protocol for NMR-based structure determination of protein complexes in solution
Angew. Chem. Int. Ed. Engl. in press, online DOI: 10.1002/anie.200

Externer Link: www.tu-muenchen.de

Presseinformation des KIT (Karlsruher Institut für Technologie) vom 21.12.2009

Das Sulfosalz könnte künftig als Halbleiter in Solarzellen dienen

Die Mineralogin Dr. Farahnaz Daliran vom Institut für Angewandte Geowissenschaften des KIT hat im Nordwesten des Iran ein neues Mineral entdeckt. Dieses wurde nun von der International Mineralogical Association (IMA) anerkannt und erhielt zu Ehren der Forscherin den Namen „Daliranite“.

Das Mineral mit der Formel PbHgAs2S6 ist ein Sulfosalz. Bei Sulfosalzen handelt es sich um Schwefelverbindungen mit halbmetallischen Elementen. Sie sind exzellente Halbleiter und könnten künftig die Photovoltaik voranbringen: Forschungsarbeiten zum Einsatz in Solarzellen laufen derzeit. „Für industrielle Zwecke ließe Daliranite sich in großen Kristallen züchten“, erklärt Farahnaz Daliran. Natürliche Vorkommen von Daliranite sind bis jetzt nur im Nordwesten des Iran bekannt.
 
Dort fand Daliran das neue Mineral bereits 2001. Damals arbeitete sie bei einem am Institut für Angewandte Geowissenschaften angesiedelten, von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) geförderten Projekt über Goldvererzungen im Geothermalfeld der Region Takab. Bei einem Aufenthalt auf dem Gelände der Arsen-Goldvorkommen Zarshuran fiel der Mineralogin das rotorange gefärbte Material auf. Daliranite ist sehr weich (Mohssche Härteskala 1 bis 2) und besteht aus sehr feinen, weniger als 20 Mikrometer dünnen Fasern.
 
Proben des Minerals gingen an Professor Werner Paar, Spezialist für Sulfosalze an der Universität Salzburg. Dieser bestätigte nach eingehenden Untersuchungen in Kooperation mit Daliran und einem internationalen Team, dass es sich um ein zuvor unbekanntes Mineral handelte. Die zuständige Kommission der International Mineralogical Association (IMA-CNMNC) hat die mineralogischen Daten und den Namen „Daliranite“ unter der Nummer 2007-010 anerkannt. Mit dem Namen würdigt sie die Verdienste von Farahnaz Daliran um die deutsch-iranische Zusammenarbeit in der Rohstoffforschung. Werner Paar und sein Team haben die Ergebnisse ihrer Untersuchungen nun im „Mineralogical Magazine“ publiziert (Vol. 73(5), pp. 871-881). (or)

Externer Link: www.kit.edu

Presseinformation der LMU München vom 16.11.2009

Nervenzellen mit Licht an- und ausschalten

Informationen werden im Gehirn übermittelt, indem ein Neuron durch einen Reiz elektrisch angeregt wird und die Erregung an benachbarte Nervenzellen weiterleitet. Dieses elektrische Potenzial wird ausgelöst, wenn geladene Ionen durch Kanäle in der Zellmembran geschleust werden. Auch bei der Übermittlung von Sinnesreizen im Auge sind Ionenkanäle von Bedeutung. Nun haben Wissenschaftler um den LMU-Chemiker Professor Dirk Trauner einen Mechanismus entdeckt, mit dem sie Ionenkanäle in Sinnesrezeptoren mithilfe von Licht gezielt steuern können. Durch die sogenannte Cis-Trans-Isomerisierung gelang es den Forschern, Kaliumkanäle in Nervenzellen des Auges wiederholt an- und auszuschalten. Dieses Ergebnis – das im Fachmagazin „Angewandte Chemie“ als „hot paper“ veröffentlicht wurde – könnte die Grundlage für die Entwicklung lichtmodulierter Arzneistoffe sein, etwa für die Therapie bestimmter Formen der Blindheit und von Herzerkrankungen. (Angewandte Chemie International Edition, 16. November 2009).

In der Krebstherapie kommen sogenannte photodynamische Therapien schon seit einiger Zeit zum Einsatz: Dabei reichert sich eine lichtempfindliche Substanz im Tumorgewebe an. Eine Bestrahlung mit Licht aktiviert dann das Medikament, welches das Tumorgewebe gezielt zerstört. Aber auch bei Nerven- und Sinneszellen könnte eine gezielte Regulierung durch Licht medizinische Behandlungsansätze liefern – etwa zur Behandlung bestimmter Augenkrankheiten. „Die Ionenkanäle in den Nervenzellen des Auges sind wichtig für den Prozess des Sehens“, sagt Professor Dirk Trauner vom Department Chemie und Biochemie und vom Exzellenzcluster „Center for Integrated Protein Science Munich“ (CIPSM) der LMU. „Nur wenn die Kanäle aktiviert werden, werden die im Auge eintreffenden Informationen an die nächste Nervenzelle und schließlich bis ins Gehirn weitergeleitet.“

Eine besonders wichtige Rolle kommt dabei Kanälen zu, die den Durchtritt von Kalium- oder Natriumionen erlauben. Dem Team um Trauner gelang bereits letztes Jahr der Nachweis, dass ein Molekül aus der chemischen Gruppe der Azobenzene, das sogenannte AAQ, die Kaliumkanäle von Nervenzellen empfindlich auf Lichtreize reagieren lässt. Nun konnte der Biochemiker in Zusammenarbeit mit Forschern der University of California in Berkeley, USA, den Wirkmechanismus der Lichtsensitivität aufklären. „Entscheidend ist dabei, dass das AAQ-Molekül in zwei verschiedenen räumlichen Formen vorliegen kann“, so Trauner. „Wir konnten nun beobachten, dass AAQ in die Neuronen eindringt und am Kaliumkanal dort bindet, wo die Ionen im Normalfall vorbeifließen.“ In der Trans-Konfiguration blockiert das Molekül dann den Ionenkanal, während es in der Cis-Konfiguration den Kanal öffnet – und so den Kaliumionen den Durchtritt erlaubt.

Bemerkenswert ist zudem, dass AAQ auch an natürlich vorkommende Ionenkanäle bindet, während alle bisher verwendeten lichtsensitiven Moleküle nur an genetisch veränderte Moleküle andocken können. Auch die Konfiguration des Moleküls lässt sich regulieren: Die Cis-Form nimmt AAQ bevorzugt bei langwelligem Ultraviolettlicht an, während es bei grünem Licht in die Trans-Form übergeht. Damit ließen sich in Zukunft möglicherweise auch Arzneistoffe entwickeln, die sich durch Licht einer bestimmten Wellenlänge aktivieren lassen. Derart lichtempfindliche Arzneistoffe könnten etwa dazu beitragen, bestimmte Formen der Blindheit wie die Makuladegeneration zu behandeln. „Bei diesem häufigen Leiden sterben die lichtsensitiven Zellen der Netzhaut ab, während die nachgeschalteten Neuronen noch funktionsfähig sind. „Denkbar ist, diese retinalen Ganglienzellen durch lichtsensitive Substanzen anzuregen – und so die Sehfähigkeit wiederherzustellen“, meint Trauner. „Aber das ist im Moment natürlich noch Zukunftsmusik.“

Bislang konnten die Forscher nur das Prinzip aufklären, das möglicherweise aber auch andere Anwendungsfelder in der Medizin eröffnet. Denn auch Kalzium- und Natriumkanäle ähneln den Kaliumkanälen in der Struktur und Funktion. Sollten sie diese Übereinstimmungen für vergleichbare Anwendungen zugänglich machen, könnte dies bei der Behandlung von Herzerkrankungen von Nutzen sein – wenn lichtsensitive Moleküle gezielt Kalziumkanäle der Herzmuskelzellen öffnen und schließen. Doch jede dieser potenziellen therapeutischen Anwendungen lässt sich nur realisieren, wenn die fraglichen Moleküle sehr selektiv wirken: Die lichtempfindlichen Substanzen dürfen nur an bestimmte Ionenkanäle in bestimmten Zelltypen binden. Trauner und sein Team wollen diese selektive Wirksamkeit nun in weiteren Studien untersuchen. (CA/suwe)

Publikation:
„Photochromic blockers of voltage-gated potassium channels“;
Matthew R. Banghart, Alexandre Mourot, Doris L. Fortin, Jennifer Z. Yao, Richard H. Kramer, Dirk Trauner;
Angewandte Chemie International Edition, Vol. 48, Issue 48, S. 9001-9101,
16 November 2009
DOI: 10.1002/anie.200904504

Externer Link: www.uni-muenchen.de