Presseaussendung der TU Graz vom 17.08.2016

Elektrochemikern der TU Graz ist es gelungen, einkristallines Halbleitersilizium als aktive Speicherelektrode in Lithium-Batterien einzusetzen. Dies ermöglicht die integrierte Energieversorgung von Mikrochips mit einer wieder aufladbaren Batterie.

Elektronische Kleingeräte wie Handys, Tablets oder Notebooks sind heute unerlässliche Begleiter durch den Alltag. Im Inneren dieser Geräte überwachen, steuern und regeln integrierte Schaltkreise auf Silizium-Chips die mannigfaltigsten Prozesse. Klare Tendenz in der Mikroelektronik: noch kleiner, mobiler und vielfältiger. Hier liegt die Bedeutung der nun in Scientific Reports veröffentlichten Forschungsergebnisse des Forschungsteams rund um Michael Sternad und Martin Wilkening vom Christian Doppler-Labor für Lithium-Batterien am Institut für Chemische Technologie von Materialien der TU Graz: die on-board Energieversorgung eines Mikrochips könnte das Anwendungsspektrum der Mikroelektronik deutlich erweitern.

Mini-Batterie für Mikrochips

Als Ergebnis mehrjähriger Grundlagenforschung am CD-Labor für Lithium-Batterien an der TU Graz konnte nun gezeigt werden, wie einkristallines Silizium, aus dem der Mikrochip besteht, direkt als Batterieelektrode (Anode) genutzt werden kann. Damit beherbergt der Mikrochip nicht nur die Elektronik, sondern ist gleichzeitig der wesentliche Teil einer Mini-Batterie, die elektrische Energie z.B. zum Senden und Empfangen von Informationen bereitstellt. „Normalerweise kann man Einkristall-Silizium nicht ohne weiteres als Batteriekomponente verwenden, da es sich bei der Umsetzung mit Lithium stark ausdehnt, Risse bekommt und allmählich zerstört wird“ erklärt Michael Sternad, Mitarbeiter am Christian Doppler-Labor für Lithium-Batterien an der TU Graz. „Wir nutzen direkt das dotierte Halbleitersilizium des Chips. Dazu wird es jedoch vorher gezielt unter Kenntnis der Kristallachsen mikrostrukturiert und dann elektrochemisch in besonderer Weise aktiviert,“ erläutert Michael Sternad.

Leistungsstark und kostengünstig

Neben der enormen Speicherkapazität (mehr als 1000 mAh/g) und einer hohen Stromeffizienz (Coulomb Effizienz >98.8 %) der Siliziumelektrode, war für die Forschenden insbesondere die Tatsache überraschend, dass die kleinen Silizium-Türme, aus denen die Anode der Lithium-Batterie besteht, mehr als 100 volle Lade- und Entladezyklen bei nur wenigen Prozent Kapazitätsverlust überstehen. Damit übertrifft die elektrochemische Lebensdauer der Mikrobatterie jedenfalls die durchschnittliche Einsatzdauer eines Sensors oder einer Sonde. Martin Wilkening, Leiter des Instituts für Chemische Technologie von Materialien sowie des CD-Labors für Lithium-Batterien zeigt sich begeistert von diesem Mini-Kraftwerk: „Die Mikrobatterie ist nur wenige Millimeter groß und erreicht Leistungsstärken, die mit den besten heutzutage erhältlichen Li-Ionenbatteriesystemen konkurrieren können. Zudem könnten auf einem Halbleiter-Si-Wafer mehrere tausend Zellen parallelisiert hergestellt werden, so dass Stückpreise von wenigen Cent erreichbar wären.“

Christian Doppler-Labor für Lithium-Batterien – Alterungseffekte, Technologie und Neue Materialien

Das Christian Doppler-Labor für Lithium-Batterien am Institut für Chemische Technologie von Materialien der TU Graz wurde 2012 gegründet und widmet sich unter anderem neuen Konzepten für Lithium-Batterien. Neben Si-Mikrobatterien werden insbesondere Li-Festkörperbatterien untersucht. Unternehmenspartner des CD-Labors sind AVL List GmbH und Infineon Technologies Austria AG.

An der TU Graz ist die Batterien-Forschung im Field of Expertise „Advanced Materials Science“ verankert, einem von fünf strategischen Forschungsschwerpunkten. (Barbara Gigler)

Externer Link: www.tugraz.at

Presseinformation der LMU München vom 26.07.2016

LMU- und EMBL-Forscher haben lebenswichtige zelluläre Botenstoffe mit einem optischen Schalter ausgestattet. Das ermöglicht ihnen detaillierte Einblicke in die komplexen Kommunikationsnetzwerke des Stoffwechsels.

Zellen reagieren auf Reize von außen und geben die Signale im Inneren weiter. Eine zentrale Schaltstellen nehmen dabei sogenannte sekundäre Botenstoffe wie die Diacylglyceride (DAG) ein: Indem die Zelle ihre Konzentration verändert, setzt sie damit intrazelluläre Signalketten in Gang. Auf diese Weise sind die Diacylglycerole (DAG) an der Regulation einer ganzen Reihe lebenswichtiger Stoffwechselprozesse wie zum Beispiel der Insulinsekretion beteiligt. Um das komplexe Signalnetzwerk der Botenstoffe en detail untersuchen zu können, geht ein Team um Dirk Trauner, Professor für Chemische Biologie und Genetik an der LMU, und Carsten Schultz vom European Molecular Biology Laboratory (EMBL) in Heidelberg nun einen neuen Weg: Sie konnten drei der Diacylglycerole mit einem molekularen Schalter koppeln, der auf Licht reagiert. Mit dieser Konstruktion ist es nun möglich, die entsprechenden Signalwege im Experiment mit UV-Licht präzise zu steuern.

Diacylglycerole sind im Organismus weit verbreitet. Mehr als 50 Varianten davon gibt es in menschlichen Zellen. Die Moleküle interagieren sowohl mit der Zellmembran als auch mit löslichen Proteinen innerhalb der Zelle. Die in die Diacylglyceride eingebauten Fotoschalter „ändern ihre Struktur je nach Wellenlänge des Lichts, dem sie ausgesetzt sind“, sagt James Frank, Mitarbeiter in Trauners Team und Erstautor des Papers. Die lichtsensitiven Hybridmoleküle sind im Dunkeln inaktiv und werden erst durch die Bestrahlung mit UV-Licht aktiviert. Bestrahlung mit Blaulicht macht den Effekt wieder rückgängig. „Interessanterweise konnten wir auch Eiweiße, die Diacylglycerin binden, mit Licht von einem Ort in der Zelle zu einem anderen steuern – einfach durch einen Lichtblitz“ ergänzt Carsten Schultz. Die drei Diacylyglyceride, die Trauners Team umgestaltet hat, greifen in wichtige Stoffwechselprozesse ein, unter anderem in die Hormonausschüttung der Bauchspeicheldrüse und in die Signalübertragung zwischen Nervenzellen. Diese Prozesse konnten die Forscher im Experiment nun mit Licht steuern. „Im Modellorganismus Caenorhabditis elegans, einem kleinen Fadenwurm, konnten wir die Reizübertragung an neuromuskulären Synapsen sogar in vivo durch UV-Licht steigern“, sagt Trauner.

Publikation:
Nature Chemical Biology 2016

Externer Link: www.uni-muenchen.de

Presseaussendung der TU Wien vom 20.06.2016

Viren schleusen ihre Erbsubstanz in unsere Zellen ein. Wie das funktioniert, lässt sich nun an der TU Wien mit einer neuen Kombination von Analysemethoden untersuchen.

Schnupfenviren verursachen uns Ärger, indem sie in unsere Zellen eindringen und dort die RNA aus ihrem Inneren in das Cytoplasma der infizierten Zelle transportieren. Erst dadurch können sie sich vermehren. Wie diese Ausschleusung der RNA aus dem Inneren des Virus im Detail abläuft, ist schwer zu untersuchen. An der TU Wien wurden nun eine Methode entwickelt, mit der man diesen Prozess analysieren kann. Sie entstand aus der Kombination zweier etablierter Verfahren – sogenannten „Molecular Beacons (molekulare Leuchtfeuer)“ und der Kapillarelektrophorese im Chip-Format. Die neue Methode wurde nun publiziert und der Artikeltitel ziert das Cover des Fachjournals „Analytical and Bioanalytical Chemistry“.

Mini-Fußball mit Erbsubstanz

Das Schnupfenvirus, das Prof. Günter Allmaier und sein Team vom Institut für Chemische Technologien und Analytik studierten, ist relativ einfach aufgebaut. Es sieht aus wie ein Nano-Fußball mit einem Durchmesser von ungefähr 30 Nanometern. Seine Schale besteht aus vier verschiedenen Proteinen, die jeweils 60-fach vorhanden sind, im Inneren verbirgt sich die RNA, auf der die Erbinformation des Virus gespeichert ist.

„Bestimmte äußere Bedingungen können das Virus dazu bringen, seine RNA nach außen freizusetzen“, erklärt Victor Weiss, PostDoc von Günter Allmaier. „In unseren Zellen wird das durch einen niedrigeren pH-Wert ausgelöst, man kann denselben Effekt auch erzielen, indem man die Temperatur für zehn Minuten auf 57°C erhöht.“ In diesem Fall organisieren sich die Proteine um, die Schale des Virus bekommt Löcher, durch eines von ihnen wird dann der RNA-Strang freigegeben.

Für viele medizinische Fragen ist es wichtig, diesen Mechanismus genau zu verstehen – zum Beispiel für die künftige Entwicklung von Medikamenten, die genau diesen RNA-Transfer verhindern. Die Dynamik dieses Vorgangs konnte bisher nicht direkt beobachtet werden. In den Labors der TU Wien wird dieser Prozess aber nun experimentell zugänglich gemacht.

Fluoreszierende Marker und Elektrophorese

Man verwendet sogenante „Molecular Beacons“ – das sind maßgeschneiderte RNA (oder DNA-) Moleküle mit zwei verschiedenen Enden. An einem Ende sitzt ein Fluorophor, der aufleuchtet, wenn man ihn mit Laserlicht einer bestimmten Wellenlänge bestrahlt, am anderen Ende ein „Quencher“, der genau dieses Aufleuchten verhindert. „Anfangs ist das Molekül zusammengeklappt, Fluorophor und Quencher befinden sich ganz nahe nebeneinander, dann ist die Fluoreszenz sehr gering“, erklärt Victor Weiss.

Die Molecular Beacons können allerdings an eine ganz bestimmte RNA-Sequenz andocken. Wenn das passiert, klappt das Molekül auseinander, Fluorophor und Quencher sind plötzlich weit voneinander entfernt, und wenn man das Molekül dann mit dem passenden Laserlicht bestrahlt, fluoresziert es.

Man kann diese Molecular Beacons also verwenden, um bestimmte RNA-Sequenzen nachzuweisen. Diese Technik wurde an der TU Wien mit einer anderen bewährten Technik kombiniert – der Kapillarelektrophorese. Dabei trennt man die Komponenten einer Probe nach ihrer elektrophoretischer Mobilität (Wanderungsgeschwindigkeit in einem elektrischen Feld). Eine kleine Flüssigkeitsprobe wird in einem Chip-Kanal platziert, und dort wir ein elektrisches Feld angelegt, in dem die unterschiedlichen Nanopartikel auf charakteristische Weise unterschiedlich schnell wandern. Nach einer Trennstrecke von etwa eineinhalb Zentimetern trifft dann ein Laserstrahl auf die Partikel. Dort werden dann die leuchtenden Fluorophore des ausgeklappten Molecular Beacons gemessen, die an der Viren-RNA andocken konnten.

„Die unterschiedlichen Bestandteile der Probe kommen zu unterschiedlichen Zeitpunkten beim Laser an, erst dadurch kann man sichergehen, dass man genau misst, was man eigentlich messen möchte“, erklärt Günter Allmaier. „Damit können wir nun beispielsweise zeigen, welches Ende der RNA zuerst aus dem Virus austritt, und wie dieser Prozess genau abläuft.“

Im Prinzip lässt sich die Methode, die im Rahmen eines FWF Projektes gemeinsam mit der Forschungsgruppe Dieter Blaas (Medizinische Universität Wien) entwickelt wurde, auch auf alle anderen Viren anwenden. „Uns geht es um die Entwicklung der Methode, als Testobjekt ist das Schnupfenvirus geradezu ideal“, meint Allmaier. „Wir hoffen aber natürlich, dass sich diese Methode in der medizinischen Forschung etabliert. Dass sie großes Potenzial hat, haben wir nun gezeigt und zeigt sich auch in der Kooperation mit der Firma Agilent Technologies.“ (Florian Aigner)

Originalpublikation:
Analytical and Bioanalytical Chemistry

Externer Link: www.tuwien.ac.at

Medienmitteilung der Universität Basel vom 23.05.2016

In den letzten zwanzig Jahren hat die Chemie viele wichtige Instrumente und Verfahren für die Biologie hervorgebracht. Heute können wir Proteine herstellen, die in der Natur bisher nicht vorkommen. Es lassen sich Bilder von Ausschnitten lebender Zellen aufnehmen und sogar einzelne Zellen in lebendigen Tieren beobachten. Diese Woche haben zwei Forschungsgruppen der Universitäten Basel und Genf, die beide dem Nationalen Forschungsschwerpunkt Molecular Systems Engineering angehören, im Forschungsmagazin «ACS Central Science» präsentiert, wie man ein nicht-natürliches Protein designt, das völlig neue Fähigkeiten aufweist.

Proteine sind die Arbeitspferde jeder Zelle. Sie bestehen aus Aminosäurebausteinen, die als Kette verbunden sind, welche sich zu funktionalen Maschinen zusammenfalten, um anschliessend alle wesentlichen zellulären Prozesse anzutreiben. Für diese Aufgaben benötigt die Natur zwanzig solcher Aminosäurebausteine zusammen mit ein paar spezialisierten Kofaktoren, die häufig zu der Gruppe der Vitamine zählen. Chemiker haben intelligente Wege gefunden, wie man das natürliche Proteinrepertoire beispielsweise durch das Hinzufügen zusätzlicher nicht-natürlicher Aminosäuren oder Kofaktoren erweitern kann.

Die Forscher um Stefan Matile und Thomas Ward haben jetzt einen neuartigen Kofaktor geschaffen, welcher eine der klassischen Wechselwirkungen in Proteinen umkehrt: die Kationen-π-Bindung, also die Stabilisierung einer positiven Ladung durch Anlagerung an eine elektronenreiche Molekülebene. Die Natur verwendet diese Kationen-π-Bindungen bei der Herstellung von so wichtigen Molekülen wie Steroiden, Hormonen, Vitaminen, Sehpigmenten oder Duftstoffen, um Signale in das Gehirn zu vermitteln, Antigene zu erkennen und Ähnlichem.

Nun haben die Forschungsgruppen von Matile und Ward ihren neuen Kofaktor und das daraus resultierende künstlichen Protein verwendet, um zusammen das erste «Anionen-π-Enzym» der Natur zu bauen. Darin ist die elektronenreiche durch eine elektronenarme Moleküleben ersetzt, wodurch eine negative Ladung während der Reaktion stabilisiert wird. Die Forscher konnten zeigen, dass Proteine mit dieser in der Natur nicht vorkommenden Funktionalität traditionelle organisch-chemische Katalysatoren in einer wichtigen, aber energetisch ungünstigen Reaktion bezüglich ihrer hohen Spezifität und Selektivität übertreffen. Die Forscher sind optimistisch, dass dieser Ansatz in Zukunft in Zellen verwendet werden kann, um bisher unmögliche chemische Transformationen zu ermöglichen.

Die Autoren bedanken sich für die finanzielle Unterstützung durch den Nationalen Forschungsschwerpunkt (NFS) Molecular Systems Engineering und Chemische Biologie, bei der Universität Genf und der Universität Basel sowie dem Europäischen Forschungsrat.

Originalbeitrag:
Yoann Cotelle, Vincent Lebrun, Naomi Sakai, Thomas R. Ward, and Stefan Matile
Anion-π Enzymes
ACS Central Science (2016), doi: 10.1021/acscentsci.6b00097

Externer Link: www.unibas.ch

Pressemeldung der Universität Wien vom 12.04.2016

Neue Aminosäure von Arzneistoffrezeptor an Kaliumkanal des Herzmuskels identifiziert

Am Department für Pharmakologie und Toxikologie der Universität Wien untersuchen WissenschafterInnen seit Jahren den Öffnungs- und Schließmechanismus von so genannten Ionenkanälen. Diese bestimmen u.a. die Kontraktion des Herzmuskels: Kalzium löst die Kontraktion aus, Kalium sorgt für die anschließende Entspannung. Ionenkanäle sind damit wichtige Angriffspunkte zahlreicher Medikamente: Die Erforschung dieser Proteine hilft festzustellen, ob Medikamente im Körper unerwünschte Störungen des Herzrhythmus‘ auslösen können. Nun konnten die ForscherInnen eine weitere wichtige Aminosäure identifizieren. Ihre Erkenntnisse publizieren sie in der renommierten Fachzeitschrift „Scientific Reports“.

Wenn das Herz schlägt, strömen zunächst depolarisierende Natrium- und Kalziumionen durch Ionenkanäle der Herzzellen. Der Einstrom von Kalzium löst eine Kontraktion aus und ein anschließender Kaliumausstrom sorgt dafür, dass sich das Potential an der Zellmembran wieder dem Ruhepotential annähert.

Der wichtigste Kaliumkanal für diese Repolarisation ist der sogenannte HERG-Kaliumkanal. Bekannt wurde dieser Kanal, weil er durch eine Vielzahl unterschiedlichster Arzneistoffe blockiert werden kann, was wiederum schwere Herzrhythmusstörungen auslöst. Wenn neue Wirkstoffe diesen Kanal hemmen, wird die Arzneistoffentwicklung häufig eingestellt, weswegen der HERG-Kanal auch als „drug killer“ bezeichnet wird. Bisher konnten WissenschafterInnen sechs Aminosäuren in der Kanalpore identifizieren, die wahrscheinlich den Rezeptor für diese unterschiedlichen Arzneistoffe bilden.

Priyanka Saxena, einer Studentin des Doktoratskollegs „Ionenkanäle und Transporter als molekulare Drug Targets (MolTag)“, ist es nun am Department für Pharmakologie und Toxikologie der Universität Wien gelungen, eine weitere wichtige Aminosäure zu identifizieren: Phenylalanin 557 ist eine neue Bindungsdeterminante, die eine wichtige Rolle bei der Hemmung von HERG-Kanälen durch Arzneistoffe spielt. Diese neuen Erkenntnisse beruhen auf einer theoretischen Vorhersage der Molecular Modelling Gruppe des Departments. Anna Weinzinger: „Die Hypothese, dass auch andere Aminosäuren an der Interaktion mit HERG-Blockern beteiligt sind, haben wir bereits vor einigen Jahren aufgestellt. Eine Kombination von molekularem Modeling, gerichteter Mutagenese und direkten Messungen von Ionenströmen durch mutierte HERG-Kanäle von Priyanka Saxena machte den Beweis möglich. Spannend ist, dass sich Phenylalanin in Position 557 nicht in der Kanalpore befindet, wo bisher der Rezeptor für Kanalblocker vermutet wird, sondern sozusagen in einer Seitentasche des Moleküls.“

„Da die Interaktion von Arzneistoffkandidaten mit dem HERG-Kanal in industrieller Forschung häufig zunächst in silico, d.h. an Computermodellen des Kanals getestet wird, müssen diese Modelle weltweit durch die von uns vorhergesagte Aminosäure (Phenylalanin 557) ergänzt werden. Da es sich um einen sehr wichtigen Teil des Arzneistoffrezeptors handelt, können Aussagen an Computermodellen künftig mit höherer Präzision erfolgen. Diese Arbeit hat einen wesentlichen Beitrag zur Erhöhung der Sicherheit künftiger Arzneistoffe geleistet“, schließt Steffen Hering, Leiter des Doktoratskollegs.

Publikation:
New potential binding determinant for hERG channel inhibitors: P. Saxena, E.-M. Zangerl-Plessl, T. Linder, A. Windisch, A. Hohaus, E. Timin, S. Hering & A. Stary-Weinzinger;
Scientific Reports, April 2016;
DOI: 10.1038/srep24182

Externer Link: www.univie.ac.at