Presseaussendung der TU Wien vom 20.06.2016

Viren schleusen ihre Erbsubstanz in unsere Zellen ein. Wie das funktioniert, lässt sich nun an der TU Wien mit einer neuen Kombination von Analysemethoden untersuchen.

Schnupfenviren verursachen uns Ärger, indem sie in unsere Zellen eindringen und dort die RNA aus ihrem Inneren in das Cytoplasma der infizierten Zelle transportieren. Erst dadurch können sie sich vermehren. Wie diese Ausschleusung der RNA aus dem Inneren des Virus im Detail abläuft, ist schwer zu untersuchen. An der TU Wien wurden nun eine Methode entwickelt, mit der man diesen Prozess analysieren kann. Sie entstand aus der Kombination zweier etablierter Verfahren – sogenannten „Molecular Beacons (molekulare Leuchtfeuer)“ und der Kapillarelektrophorese im Chip-Format. Die neue Methode wurde nun publiziert und der Artikeltitel ziert das Cover des Fachjournals „Analytical and Bioanalytical Chemistry“.

Mini-Fußball mit Erbsubstanz

Das Schnupfenvirus, das Prof. Günter Allmaier und sein Team vom Institut für Chemische Technologien und Analytik studierten, ist relativ einfach aufgebaut. Es sieht aus wie ein Nano-Fußball mit einem Durchmesser von ungefähr 30 Nanometern. Seine Schale besteht aus vier verschiedenen Proteinen, die jeweils 60-fach vorhanden sind, im Inneren verbirgt sich die RNA, auf der die Erbinformation des Virus gespeichert ist.

„Bestimmte äußere Bedingungen können das Virus dazu bringen, seine RNA nach außen freizusetzen“, erklärt Victor Weiss, PostDoc von Günter Allmaier. „In unseren Zellen wird das durch einen niedrigeren pH-Wert ausgelöst, man kann denselben Effekt auch erzielen, indem man die Temperatur für zehn Minuten auf 57°C erhöht.“ In diesem Fall organisieren sich die Proteine um, die Schale des Virus bekommt Löcher, durch eines von ihnen wird dann der RNA-Strang freigegeben.

Für viele medizinische Fragen ist es wichtig, diesen Mechanismus genau zu verstehen – zum Beispiel für die künftige Entwicklung von Medikamenten, die genau diesen RNA-Transfer verhindern. Die Dynamik dieses Vorgangs konnte bisher nicht direkt beobachtet werden. In den Labors der TU Wien wird dieser Prozess aber nun experimentell zugänglich gemacht.

Fluoreszierende Marker und Elektrophorese

Man verwendet sogenante „Molecular Beacons“ – das sind maßgeschneiderte RNA (oder DNA-) Moleküle mit zwei verschiedenen Enden. An einem Ende sitzt ein Fluorophor, der aufleuchtet, wenn man ihn mit Laserlicht einer bestimmten Wellenlänge bestrahlt, am anderen Ende ein „Quencher“, der genau dieses Aufleuchten verhindert. „Anfangs ist das Molekül zusammengeklappt, Fluorophor und Quencher befinden sich ganz nahe nebeneinander, dann ist die Fluoreszenz sehr gering“, erklärt Victor Weiss.

Die Molecular Beacons können allerdings an eine ganz bestimmte RNA-Sequenz andocken. Wenn das passiert, klappt das Molekül auseinander, Fluorophor und Quencher sind plötzlich weit voneinander entfernt, und wenn man das Molekül dann mit dem passenden Laserlicht bestrahlt, fluoresziert es.

Man kann diese Molecular Beacons also verwenden, um bestimmte RNA-Sequenzen nachzuweisen. Diese Technik wurde an der TU Wien mit einer anderen bewährten Technik kombiniert – der Kapillarelektrophorese. Dabei trennt man die Komponenten einer Probe nach ihrer elektrophoretischer Mobilität (Wanderungsgeschwindigkeit in einem elektrischen Feld). Eine kleine Flüssigkeitsprobe wird in einem Chip-Kanal platziert, und dort wir ein elektrisches Feld angelegt, in dem die unterschiedlichen Nanopartikel auf charakteristische Weise unterschiedlich schnell wandern. Nach einer Trennstrecke von etwa eineinhalb Zentimetern trifft dann ein Laserstrahl auf die Partikel. Dort werden dann die leuchtenden Fluorophore des ausgeklappten Molecular Beacons gemessen, die an der Viren-RNA andocken konnten.

„Die unterschiedlichen Bestandteile der Probe kommen zu unterschiedlichen Zeitpunkten beim Laser an, erst dadurch kann man sichergehen, dass man genau misst, was man eigentlich messen möchte“, erklärt Günter Allmaier. „Damit können wir nun beispielsweise zeigen, welches Ende der RNA zuerst aus dem Virus austritt, und wie dieser Prozess genau abläuft.“

Im Prinzip lässt sich die Methode, die im Rahmen eines FWF Projektes gemeinsam mit der Forschungsgruppe Dieter Blaas (Medizinische Universität Wien) entwickelt wurde, auch auf alle anderen Viren anwenden. „Uns geht es um die Entwicklung der Methode, als Testobjekt ist das Schnupfenvirus geradezu ideal“, meint Allmaier. „Wir hoffen aber natürlich, dass sich diese Methode in der medizinischen Forschung etabliert. Dass sie großes Potenzial hat, haben wir nun gezeigt und zeigt sich auch in der Kooperation mit der Firma Agilent Technologies.“ (Florian Aigner)

Originalpublikation:
Analytical and Bioanalytical Chemistry

Externer Link: www.tuwien.ac.at

Medienmitteilung der Universität Basel vom 23.05.2016

In den letzten zwanzig Jahren hat die Chemie viele wichtige Instrumente und Verfahren für die Biologie hervorgebracht. Heute können wir Proteine herstellen, die in der Natur bisher nicht vorkommen. Es lassen sich Bilder von Ausschnitten lebender Zellen aufnehmen und sogar einzelne Zellen in lebendigen Tieren beobachten. Diese Woche haben zwei Forschungsgruppen der Universitäten Basel und Genf, die beide dem Nationalen Forschungsschwerpunkt Molecular Systems Engineering angehören, im Forschungsmagazin «ACS Central Science» präsentiert, wie man ein nicht-natürliches Protein designt, das völlig neue Fähigkeiten aufweist.

Proteine sind die Arbeitspferde jeder Zelle. Sie bestehen aus Aminosäurebausteinen, die als Kette verbunden sind, welche sich zu funktionalen Maschinen zusammenfalten, um anschliessend alle wesentlichen zellulären Prozesse anzutreiben. Für diese Aufgaben benötigt die Natur zwanzig solcher Aminosäurebausteine zusammen mit ein paar spezialisierten Kofaktoren, die häufig zu der Gruppe der Vitamine zählen. Chemiker haben intelligente Wege gefunden, wie man das natürliche Proteinrepertoire beispielsweise durch das Hinzufügen zusätzlicher nicht-natürlicher Aminosäuren oder Kofaktoren erweitern kann.

Die Forscher um Stefan Matile und Thomas Ward haben jetzt einen neuartigen Kofaktor geschaffen, welcher eine der klassischen Wechselwirkungen in Proteinen umkehrt: die Kationen-π-Bindung, also die Stabilisierung einer positiven Ladung durch Anlagerung an eine elektronenreiche Molekülebene. Die Natur verwendet diese Kationen-π-Bindungen bei der Herstellung von so wichtigen Molekülen wie Steroiden, Hormonen, Vitaminen, Sehpigmenten oder Duftstoffen, um Signale in das Gehirn zu vermitteln, Antigene zu erkennen und Ähnlichem.

Nun haben die Forschungsgruppen von Matile und Ward ihren neuen Kofaktor und das daraus resultierende künstlichen Protein verwendet, um zusammen das erste «Anionen-π-Enzym» der Natur zu bauen. Darin ist die elektronenreiche durch eine elektronenarme Moleküleben ersetzt, wodurch eine negative Ladung während der Reaktion stabilisiert wird. Die Forscher konnten zeigen, dass Proteine mit dieser in der Natur nicht vorkommenden Funktionalität traditionelle organisch-chemische Katalysatoren in einer wichtigen, aber energetisch ungünstigen Reaktion bezüglich ihrer hohen Spezifität und Selektivität übertreffen. Die Forscher sind optimistisch, dass dieser Ansatz in Zukunft in Zellen verwendet werden kann, um bisher unmögliche chemische Transformationen zu ermöglichen.

Die Autoren bedanken sich für die finanzielle Unterstützung durch den Nationalen Forschungsschwerpunkt (NFS) Molecular Systems Engineering und Chemische Biologie, bei der Universität Genf und der Universität Basel sowie dem Europäischen Forschungsrat.

Originalbeitrag:
Yoann Cotelle, Vincent Lebrun, Naomi Sakai, Thomas R. Ward, and Stefan Matile
Anion-π Enzymes
ACS Central Science (2016), doi: 10.1021/acscentsci.6b00097

Externer Link: www.unibas.ch